بافرهای محلول سازی در الکتروفورز 2 بعدی (معرفهای کائوتروپیک)
بافرهای محلول سازی
بافرهای محلول سازی ممکن است به تنهایی یا در ترکیب با روشهای دیگر متلاشی سازی سلولی به کار گرفته شوند . برای انجام جداسازی مناسب در بعد اول ، نمونه های پروتئینی باید کاملا غیر توده ای و به صورت محلول باشند . این امر برای تمامی انواع نمونه ها در هر مرحله ای از آماده سازی ضروری است . برای این منظور معمولا ، در ترکیب بافرهای محلول سازی از یک یا دو معرف کائوتروپیک ، دترجنت ، معرف احیا کننده ، و آمفولیت استفاده می شود .
در این قسمت به معرفی این اجزاء و نقش آنها در محلول ساختن و آماده سازی نمونه برای انجام الکتروفورز 2 بعدی می پردازیم .
معرفهای کائوتروپیک
بسیاری از پروتئین ها در اشکال طبیعی (Native) دارای چندین شکل فضایی مختلف هستند و به همین دلیل ممکن است در الکتروفورز 2 بعدی الگوهای پیچیده ای ایجاد کنند . این وضعیت تفسیر نمایه های 2 بعدی را دچار مشکل خواهد کرد . برای ساده تر کردن نمایه دو بعدی و حذف اثر شکل فضایی در ایجاد نقاط متعدد مربوط به یک پروتئین و ایجاد پیکی منفرد از آن ، بر هم زدن شکل طبیعی (Denaturing) توسط معرف ها کائوتروپیک انجام می شود .
اوره بهترین عامل کائوتروپیک در آماده سازی نمونه برای الکتروفورز دو بعدی است ، که معمولا با غلظت 8 مولار استفاده می شود . اوره از 2 طریق مستقیم و غیر مستقیم باعث بر هم زدن شکل طبیعی و باز شدن تا خوردگی (Unfolding) مولکولهای پروتئینی می شود . مولکولهای اوره مستقیما جذب گروههای آبدوست (Hydrophill) و قطبی در سطح پروتئین ها می شوند . این مولکولهای جذب شده به گروههای قطبی ، اثر دفعی بر یکدیگر دارند . برا اثر این نیروهای دفعی بر سطح ، مولکول پروتئین باز شده و متورم می گردد . همین امر گروههای آبگریز در سطوح داخلی پروتئین را در معرض محیط خارجی قرار می دهد . ورود آب و اوره به محیط داخلی پروتئین سبب ایجاد بی ثباتی و بر هم زدن شکل طبیعی پروتئین می شود .
از طرف دیگر اوره از طریقی غیر مستقیم و با تغییر در ساختار و دینامیک آب می تواند در بر هم زدن شکل طبیعی پروتئین مؤثر باشد . حضور این ماده باعث اختلال در شبکه پیوند هیدروژنی بین مولکولهای آب شده و ایجاد فضایی خالی در بین مولکولهای آب می نماید . این کاهش نا مطلوب در آنتروپی با فشار مولکولهای آب به مولکولهای آبگریز جبران می شود ، تا کمترین فضای ممکن را ایجاد نمایند . این پدیده به اثر آبگریزی (Hydrophobic Effect) موسوم است . اوره در غلظتهای بالا (6 الی 8 مولار ) ، نیروهای مؤثر در متراکم کردن ساختمان پروتئین ها به خصوص اثر آبگریزی را کاهش می دهد . به این ترتیب به طور غیر مستقیم ، قسمتهای مرکزی آب گریز در معرض و در دسترس عوامل محیطی قرار می گیرد .
زمانی که به شرایط کائوتروپیکی قوی نیاز باشد ، ترکیبی از تیواوره 2 مولار و اوره 5 الی 8 مولار مورد استفاده قرار می گیرد . تیواوره در مقایسه با اوره دناتوره کننده قوی تری است . اما نمی توان آن را به تنهایی مورد استفاده قرار داد ، چرا که حلالیت بسیار کمی در آب دارد . این ماده در محلول غلیظ اوره حلالیت بیشتری دارد . به همین دلیل مخلوط های اوره – تیواوره قدرت محلول کنندگی بهتری را از خود نشان می دهند . به علاوه این ترکیب قادر به جلوگیری از فعالیت آنزیمهای پروتئولیتیک نیز هست که در حضور اوره به تنهایی هم ممکن است فعال باقی بمانند .
درجه خلوص اوره بسیار مهم است و باید از حرارت دادن آن ، به دلیل تشکیل ایزوسیانات که از تجزیه اوره حاصل می شود ، خودداری کرد . ایزو سیانات باعث کربامیلاسیون پروتئین ها و تشکیل نقاط غیر واقعی در الگوی نهایی الکتروفورز 2 بعدی می شود . محلول حاوی اوره پایدار نیست و از ذوب و انجماد مکرر محلول حاوی اوره باید خودداری کرد . از طرفی دیگر ، اگر چه استفاده از تیواوره در نمونه باعث افزایش در بروز نقاط پروتئینی می شود ، اما ایجاد رگه های (Streaking) عمودی و نقاط مبهم و نامشخص در ناحیه اسیدی ژل را نیز سبب می شود که هنوز راه حل مناسبی جهت حذف این زواید پیدا نشده است .
مرجع : استفاده شده از manual دستگاه IEF
*** >>> استفاده از مطالب این وبلاگ بدون ذکر منبع جایز نیست <<< ***
در نظر گرفتن ماهیت نمونه ، در انتخاب راهکار مناسب برای محلول ساختن پروتئینهای موجود در نمونه بسیار مهم است . در صورتیکه نمونه مورد نظر از منابع سلولی یا بافتی استخراج شود ، اولین قدم لیز سلولها و خارج کردن محتوای پروتئینی آنهاست . روشهای متفاوت مکانیکی و شیمیایی در لیز و متلاشی ساختن سلولها به کار گرفته می شود. این روشها ممکن است ، روشهای ملایمی چون شکست دیواره سلول باکتریها توسط آنزیم لایزوزایم(Lysozyme) ، یا روشهای خشنی چون استفاده از پرس فرانسوی (French press) برای متلاشی ساختن سلولهای مخمری باشد .
به هر حال در روش مطلوب محلول سازی برای الکتروفورز دو بعدی باید تمام پیوندهای غیر کووالانت در کمپلکسهای پروتئینی ، شکسته شده و تجمع پروتئینی به پلی پپتیدهای منفرد و محلول تبدیل شوند . به علاوه روش محلول سازی باید اجازه خارج ساختن موادی نظیر نمکها ، لیپیدها ، پلی ساکاریدها و اسیدهای نوکلوئیک را که می توانند باعث اختلال در جدا سازی توسط الکتروفورز دو بعدی شوند ، به وجود آورد . در نهایت پروتئین ها ی نمونه باید در حین روند الکتروفورز دو بعدی ، محلول باقی بمانند . به همین دلایل محلول شدن نمونه یکی از عوامل بسیار حساس برای جداسازی پروتئینها توسط الکتروفورز 2 بعدی است .
روشهای متلاشی ساختن سلولها
روشهای متلاشی ساختن سلولها به منظور استخراج محتوای پروتئینی آنها ، دامنه وسیعی از روشهای فیزیکی و شیمیایی ملایم تا خشن را در بر می گیرد . ممکن است لیز سلولی به طور مستقیم در تماس با بافر محلول سازی صورت پذیرد یا در مواردی ممکن است از امواج مافوق صوت (Sonication) برای این منظور استفاده شود . حتی در برخی موارد ترکیبی از روشهای مختلف برای نیل به استخراج کامل پروتئین های نمونه استفاده می گردد .
متلاشی ساختن نمونه ها باید در سرما صورت پذیرد و نمونه مورد نظر در حین این روند باید روی یخ نگهداری شود . برای حفظ نمونه های پروتئینی از عملکرد پروتئاز های آزاد شده در حین متلاشی ساختن سلولها باید تمهیداتی در نظر گرفته شود . یکی از روشهای معمول متلاشی ساختن مستقیم سلولها در محلولهای لیز کننده ای است که سریعا پروتئاز ها و دیگر فعالیت های آنزیمی را متوقف کند . این محلولها عموما دارای مواد دناتوره کننده قدرتمندی هستند .
الف- روشهای متلاشی ساختن ملایم
این روشها معمولا زمانی به کار گرفته می شوند که نمونه مورد نظر حاوی سلولهایی است که به راحتی لیز می شوند ، سلولهایی نظیر سلولهای بافتی کشت داده شده ، سلولهای خونی و برخی از میکرو اورگانیسم ها . به علاوه از این روشها در مواردی هم که فقط تمرکز در بررسی یکی از اجزاء تحت سلولی است ، استفاده می شود . برای مثال می توان شرایطی را انتخاب کرد که فقط پروتئین های سیتو پلاسمیک آزاد شوند . یا میتوکندری های دست نخورده یا ارگانلهای دیگر توسط سانترفوژ تمایزی جدا شوند . برخی مواقع این روشها در ترکیب با یکدیگر استفاده می شوند . از روشهای ملایم متلاشی سازی سلولی می توان موارد زیر را نام برد .
1- لیز توسط دترجنت
دترجنت ها غشاء سلولی را حل می کنند و باعث لیز سلول و آزاد کردن محتوای آن می شوند . در بیشتر موارد سلولها مستقیما در بافر محلول سازی یا بافر خیساندن Rehydration Buffer لیز می شوند . چرا که این بافرها همیشه دارای دترجنت هستند . رایج ترین روش برای محلول سازی پروتئین ها در الکتروفورز 2 بعدی همان روشی است که در ابتدا توسط Farrell در سال 1975 شرح داده شده است . در این روش از اوره 9.5 M ، 4% دترجنت غیر یونی NP40، 1% ماده احیاء کننده دی تیو تریتول (DDT) و 2%آمفولایت (Ampholyte) در محدوده مناسب استفاده شده است که به آن اصطلاحا بافر لیز کننده (Lysis Buffer) می گویند . در حالی که این روش در بسیاری از انواع نمونه ها به خوبی نتیجه می دهد ، نمی توان از آن به طور گسترده ای استفاده کرد . چرا که محلول سازی پروتئین های غشایی چالش این روش است . دترجنت های دو یونی (Witterionic) ، مانند CHAPS ، در محلول سازی پروتئین های غشایی بسیار مؤثرند . به خصوص که با غلظت 4% و در ترکیبی با مخلوطی از تیواوره 2M و اوره 8M استفاده شود . دترجنتهای سولفوبتائین خطی نظیر SB3-10 یا SB3-12 نیز معرفهای حل کننده مؤثری هستند ، اما با غلظتهای بالای اوره سازگار نیست . این مسئله با استفاده از غلظت 2% این معرفها در ترکیب با اوره 1M و تیواوره 2M و CHAPS2% برطرف شده است . دترجنت سدیم دودسیل سولفات SDS نیز قادر است واکنشهای پروتئینی غیر کووالانت را بشکند و معرف بسیار مؤثری در محلول سازی پروتئینهای غشایی است . اما خاصیت آنیونیک این ماده استفاده از آن را در IEF دچار مشکل می نماید . در هر صورت می توان از SDS به عنوان یک روش پیش محلول سازی ، در مورد نمونه هایی که قرار است الکتروفورز 2 بعدی گردند ، استفاده کرد . در این روش ابتدا نمونه در محلول 1%SDS حل می شود و بعد با محلول های حل کننده عادی مانند بافر لیز کننده رقیق می شود . در اینجا هدف خارج کردن SDS از پروتئین ها و جایگزینی آن با دترجنت های دو یونی یا غیر یونی است ، تا پروتئین ها در وضعیت محلول باقی بمانند . نسبت پروتئین به دترجنت دو یونی یا غیر یونی 1:3 و نسبت SDS به این دترجنتها 1:8 است و این نسبت ها باید به دقت کنترل گردند ، تا محلول سازی کاملا انجام شود و در عین حال اثرات مخرب SDS بر روی IEF به حداقل برسد .
2- لیز اسموزی
این روش در مواردی که نیاز به جدا سازی اجزاء تحت سلولی است به کار گرفته می شود . سلولهای خونی و سلولهای کشت بافتی به این روش پاسخ مطلوبی می دهند . در این روش سلولها در محلولی هیپواسموتیک Hyposmotic قرار داده می شوند .
3- لیز توسط یخ زدن و ذوب کردن (Freez-thaw lysis)
در این روش سلولها در یک یا چند نوبت متوالی به سرعت در نیتروژن مایع ، یخ زده می شوند و سپس ذوب می شوند .
4- لیز آنزیمی
دیواره سلولی در بافتهای گیاهی ، سلولهای باکتریایی و قارچی را می توان با استفاده از آنزیم اختصاصی برداشت . و سپس سلول را لیز کرد . لایزوزایم برای سلولهای باکتریایی ، سلولاز و پکتیناز برای سلولهای گیاهی ، و لایتیکاز برای مخمرها در یک محلول ایزواسموتیک حل شده و مورد استفاده قرار می گیرد .
ب- روشهای متلاشی ساختن خشن
سلولهای موجود در بافت ها و سلولهایی که دیواره سلولی مستحکمی دارند ، به سهولت متلاشی نمی شوند و باید از این روشها برای لیز آنها استفده کرد . باید در هنگام استفاده از این روشها ، از ایجاد حرارت و کف ممانعت کرد .
1-استفاده از امواج مافوق صوت
امواج صوتی تولید شده توسط یک سونیکاتور باعث لیز سلولها از طریق ایجاد برشهایی در دیواره سلولی می شوند . زمانیکه امواج مافوق صوت حداکثر تلاطم را در سیستم سلولی به وجود می آورند ، این برشها ایجاد می شوند .برای ممانعت از افزایش درجه حرارت سوسپانسیون سلولی و ایجاد کف ، ظرف سوسپانسیون سلولی در حمام یخ قرار داده می شود . و سونیکاسیون در مقاطع زمانی کوتاه مدت با فواصل زمانی معین صورت می پذیرد .
2-پرس فرانسوی
ایجاد پارگی در دیواره سلولی در این روش به دلیل گذر دادن سوسپانسیون سلولی از منفذی بسیار کوچک تحت فشار بسیار زیاد است . این روش بسیار ساده ، کارآمد و سریع است و معمولا برای میکرو اورگانیسم های دارای دیواره سلولی به کار برده می شود .
3-آسیاب کردن (Grinding)
برخی از مواقع از سیستم هاون دستی مخصوص برای آسیاب سوسپانسیون سلولی یا بافت ها استفاده می شود . برای این منظور قطعه بافتی مورد نظر سوسپانسیون سلولی در نیتروژن مایع یخ زده می شود و با این هاون سلولی پودر می شوند . می توان برای بهبود این روش به مخلوط در حال هاون شدن ، شن یا آلومینا (Al2O3) اضافه کرد .
4-هموژنیزه کردن
این روش ممکن است بصورت مکانیکی با کمک همزنهای برقی صورت گیرد که عموما برای نمونه های بافتی به کار گرفته می شود . استفاده از دانه های شیشه ای (Glass Bead) روش دیگر برای هموژنیزه کردن نمونه های سوسپانسیون سلولی است که با همزدن شدید سوسپانسیون حاوی این دانه ها ی شیشه ای در فواصل زمانی تکراری صورت می گیرد .
مرجع : استفاده شده از manual دستگاه IEF
*** >>> استفاده از مطالب این وبلاگ بدون ذکر منبع جایز نیست <<< ***
به خاطر تفاوت در ماهیت و ساختار در انواع نمونه ها , روشهای آماده سازی برای نمونه هایی که از منابع مختلف به دست می آیند , با هم اختلاف دارند . در ذیل این مقاله ، این نمونه ها را به انواع مختلف تقسیم بندی کرده ، در مورد آن توضیح می دهیم .
1- نمونه های محلول :
نمونه های محلول و مایع نظیر ، سرم ، پلاسما ، مایع نخاعی و عصاره مایع سلولها و بافتها را می توان در اکثر موارد با کمترین تغییر و دستکاری ، توسط الکتروفورز 2 بعدی بررسی و مطالعه کرد .
نمونه هایی مانند سرم و پلاسما را که دارای غلظت بالایی از پروتئین ها هستند ؛ را می توان با رقیق سازی توسط بافرهای محلول کننده مناسب ، برای انجام تست الکتروفورز 2 بعدی آماده کرد . در این روش بالا بودن غلظت بعضی از پروتئین ها ، مثل آلبومین و یا ایمونوگلوبین ها ، می تواند باعث پوشاندن بعضی از پروتئین ها که غلظت کمی دارند گردد . با خارج کردن این پروتئین ها می توان این مشکل را از بین برد . اما با خارج کردن این پروتئین ها ممکن است ، بعضی دیگر از پروتئین ها نیز خارج گردد .
2 موضوع دیگر نیز ممکن است ، در الکتروفورز 2 بعدی ایجاد مشکل نماید .
الف- وجود نمک های اضافی در محلول
ب- غلظت کم پروتئین ها در محلول
مشکل اول را می توان با دیالیز نمونه و یا کروماتوگرافی با sephadex G25 حل کرد و نمک های اضافی را از نمونه خارج کرد . مشکل دوم را می توان با رسوب دادن پروتئین ها ، به وسیله موادی که باعث رسوب کردن آنها می شود ، حل کرد . موادی مثل ؛ آمونیوم سولفات ، TCA ، یا استن . همچنین می توان با خارج کردن آب از نمونه ، آن را غلیظ کرد . مثل دیالیز در مقابل پلی اتیلن گلایکول و یا لیوفیلیز کردن نمونه .
رسوب دادن نمونه با استن – TCA برای غیر فعال کردن پروتئاز ها و خارج کردن مولکولهای تداخل کننده و برای تغلیظ پروتئین های بسیار قلیایی ، مثل پروتئین های ریبوزومی ، در محلول لیز شده سلولی بسیار مفید می باشد .
2- نمونه های بافتی :
برای تهیه نمونه از بافت جامد , معمولا بافت را توسط بافر محلول کننده ، حل می کنند . بهترین روش استفاده از نیتروژن مایع است . نمونه های کوچک را که در یک فویل آلومینیومی قرار دارد و در نیتروژن مایع , یخ زده است ، را می توان به راحتی در یک هاون خرد کرد . نمونه های بزرگ را می توان با هموژنه کردن در بافر محلول کننده ، توسط هموژنایزر آماده کرد . برای اینکه بتوان از آسیب پذیری پروتئین ها در اثر حرارت جلوگیری کرد ، باید حرارت تولید شده توسط هموژنایزر را از محیط نمونه خارج کرد .
مشکل خاص در آنالیز نمونه های بافتی ، عدم وجود یک دستی در ماهیت بافت است . همانطور که می دانیم بافت ها از انواع مختلف سلول تشکیل شده است . حتی یک نوع سلول نیز ممکن است از اختلاط سلولهای سالم و ناسالم تشکیل شده باشد . روشهای مختلفی برای جداسازی و تفکیک این سلولها وجود دارد . با استفاده از گزینش مثبت یا منفی و معمولا بر اساس یک روش ایمونوافینیتی ، امکان غنی سازی یک سلول خاص از جمعیت کل آنها و کشت آن قبل از انجام تست وجود دارد . همچنین از روشهای میکروسکوپی مانند (Laser Capture microdessection LCM ) نیز می توان برای جداسازی آنها استفاده کرد .
البته روش LCM برای آنالیز اسیدهای نوکلئیک بهتر است ، چون در کنار آن از PCR برای تولید و تقویت اسیدهای نوکلئیک استفاده می شود ، اما در آنالیز پروتئین ها ، دستگاهی که کار PCR را انجام دهد و پروتئین ها را افزایش دهد ، وجود ندارد .
3- نمونه های سلولی :
نمونه هایی که در محیط آزمایشگاه به صورت سوسپانسیون رشد داده می شود و یا نمونه هایی مانند خون ، لنفوسیتها و غیره را سانتریفوژ کرده ، توسط PBS (بافر فسفات سالین) شستشو کرده و در بافر محلول کننده حل می نمایند .
سلول هایی که در محیط جامد کشت داده می شوند را ابتدا باید از محیط کشت جدا کرد . قبل از جدا کردن سلول ها بهتر است آنها را با یک بافر ایزوتونیک شستشو کرد . برای این منظور محلول ایزوتونیک سوکروز پیشنهاد می گردد . زیرا یونهای موجود در بافر PBS ممکن است در نتیجه الکتروفورز تأثیر منفی گذاشته و تداخل ایجاد نماید . در صورت استفاده از PBS می توان نمونه را قبل از انجام تست ، دیالیز کرد . پس از شستشو سلول ها را توسط لوپ یا اسکراپر برداشته و در بافر محلول کننده حل نمایید .
در صورتی که نمونه حاوی مقادیر زیادی اسید نوکلئیک باشد ، ویزکوزیته آن بالاست . در این مورد می توان از RNase و DNase استفاده کرد .
مرجع : استفاده شده از manual دستگاه IEF
*** >>> استفاده از مطالب این وبلاگ بدون ذکر منبع جایز نیست <<< ***
بنا به درخواست عده ای از دوستان ، مبنی بر اینکه خواستار انجام تست الکتروفورز 2 بعدی توسط ما شده بودند ، تصمیم بر این گرفته شد ، با شرایطی این کار انجام شود .
1- آماده سازی مقدماتی نمونه با خود ایشان باشد . (در صورت نیاز جهت آماده سازی نمونه مشاوره داده خواهد شد )
2- تهیه ژل IPG توسط ایشان .
*** >>> استفاده از مطالب این وبلاگ بدون ذکر منبع جایز نیست <<< ***
راهنمایی های کلی در آماده سازی نمونه برای الکتروفورز 2 بعدی (2DE)
روش آماده سازی نمونه علاوه بر کارآمد بودن ، باید تکرار پذیری نیز داشته باشد . این نکته بسیار مهم است . در نمونه سازی ممکن است از مواد زیادی مانند دترجنت ها ، عوامل کائوتروپیک و عوامل احیا کننده استفاده شود . در هر حال بهینه کردن روش آماده سازی نمونه به صورت تجربی صورت می پذیرد . اما موارد زیر را می توان در نظر داشت .
1- به حداقل رساندن مراحل آماده سازی نمونه :
افزایش مراحل آماده سازی نمونه اگر چه در مواردی موجب بهبود کیفیت نمونه می گردد ، اما اکثرا موجب هدر رفتن وقت و مواد و نیز از دست رفتن پروتئین ها می گردد .
2- ممانعت از توده ای شدن پروتئین ها :
پروتئین ها به هیچ وجه در نمونه و یا در مراحل بعد از الکتروفورز ، نباید رسوب و یا حلالیت آنها از بین برود .
3- خارج کردن اسیدهای نوکلوئیک و دیگر مولکولهای تداخل کننده :
مانند نمک ها و چربی ها و قند ها
4- حذف موادی که می توانند تولید ذره نمایند :
این مواد ( لیپیدها و مواد جامد ) باید از محیط نمونه خارج گردند .
5- محلول سازی تمام انواع پروتئین ها ( چه آبگریز و چه آبدوست ) :
باید تمام انواع پروتئین ها در محلول به صورت آزاد باشند ، یعنی تمام پیوند های غیر کووالان در کمپلکس ها و توده های پروتئینی از بین برود .
6- به حداقل رساندن تغییرات پروتئینی در نمونه :
مانند اثر آنزیم ها و اثر گرما
7- حذف پروتئین هایی که فراوانی زیادی در نمونه دارند :
این پروتئین ها ، دیگر پروتئین های نمونه را تحت پوشش می دهند.
مرجع : استفاده شده از manual دستگاه IEF
*** >>> استفاده از مطالب این وبلاگ بدون ذکر منبع جایز نیست <<< ***
قدم اول در آماده سازی نمونه استخراج پروتئین ها از منبع مورد نظر است . ممکن است استخراج پروتئین ها مستقیما توسط بافر محلول سازی Solubilization Buffer صورت پذیرد . ممکن است این عمل توسط روش های متلاشی ساختن سلولها Cell disruption و بافتها انجام شود و سپس پروتئین های استخراج شده در بافر محلول سازی کاملا حل شوند . برای استخراج کامل پروتئین های داخل سلولی ، سلول باید کاملا متلاشی شود . انتخاب روش متلاشی سازی بستگی به این دارد که نمونه از چه منبع بیولوژیکی ، سلول ، بافت جامد و یا از منابع دیگری ، به دست آمده باشد . بعد از استخراج ، این نمونه ها باید برای انجام الکتروفورز دو بعدی آماده شوند . منظور از آماده سازی نمونه ، محلول ساختن حداکثر پروتئین های موجود و حفظ حلالیت آنها در حین روند الکتروفورز دو بعدی است .
هیچ روش منفردی را نمی توان بصورت عمومی برای آماده سازی نمونه هایی که توسط الکتروفورز دو بعدی مورد بررسی قرار می گیرند ، معرف کرد . در واقع ماهیت متفاوت نمونه ها امکان به کار گیری روشی یکسان را در آماده ساختن آنها برای الکتروفورز دو بعدی منتفی می سازد . از طرفی دیگر ، روش بکار گرفته شده در هر تجربه ای به هدف طراحی شده نیز بستگی دارد . برای مثال ، ممکن است هدف از انجام الکتروفورز دو بعدی دستیابی به پروتئین هایی با ویژگی های خاص باشد ، یا ممکن است دستیابی به نقشه کامل پروتئینهای نمونه ، از اهمیت بیشتری برخوردار باشد . در هر یک از این موارد استراتژی های انتخابی کاملا با هم تفاوت دارند . در بهینه سازی استراتژی آماده سازی نمونه باید از نتایج مورد نظر ، انتظاری مشخص داشت . باید برای ما مشخص باشد که نشان دادن نمونه به طور کامل مهمتر است ، یا به دست آوردن یک الگوی تکرار پذیر .
اضافه کردن مراحل آماده سازی نمونه می تواند کیفیت نتیجه نهایی را بهتر کند ، اما این امر به قیمت از دست دادن گروهی از پروتئین ها تمام می شود . به هر حال ، این تناقض و نسبت معکوس بین کیفیت نمونه بهبود یافته و نمونه سازی کامل پروتئین ها باید کاملا در نظر گرفته شود .
در هر صورت ، خطوط راهنمای کلی ،برای آماده سازی نمونه وجود دارد که با پیگیری آنها می توان قدمهای نخست را در این راه به درستی برداشت و سپس با تجربه بهترین نمونه را بدست آورد .
مرجع : استفاده شده از manual دستگاه IEF
*** >>> استفاده از مطالب این وبلاگ بدون ذکر منبع جایز نیست <<< ***
برای اینکه بدانیم یک نمونه استخراج شده ، از چه تعداد پروتئین تشکیل شده است و بتوانیم پروتئین ها را مورد بررسی قرار دهیم ، از این روش استفاده می کنیم . در حقیقت با این روش نقشه پروتئینی یک نمونه را به دست می آوریم . همان گونه که می دانیم یک موجود زنده در شرایط متفاوت ، رفتار های متفاوتی را از خود نشان می دهد ، تا خود را با آن شرایط تطبیق دهد . مثلا تغییر در محیط کشت یک باکتری ، از نظر رژیم غذایی ، باعث ترشح آنزیم های متفاوتی می شود . اگر در محیط کشت نشاسته وجود داشته باشد ، باکتری آنزیمی را ترشح می کند ، که بتواند آن نشاسته را هضم کند . اگر در محیط کشت باکتری از چربی یا پروتئین استفاده شود ، باکتری آنزیمی ترشح می کند که بتواند آنها را هضم کند . پس تغییر در محیط کشت از نظر رژیم غذایی ، باعث تغییر کمی و کیفی در پروتئین های باکتری و به دنبال آن تغییر در نقشه پروتئوم آن باکتری می شود . همینطور تغییرات فیزیکی و شیمیایی در پیرامون باکتری ، سبب تغییرات در نقشه پروتئوم باکتری می شود . در سایر موجودات نیز این تغییرات ثبت شده اند . مثلا آنزیم پراکسیداز در ترب سیاه سالم و ترب سیاه ضخمی شده از نظر مقدار تفاوت دارد . این تغییرات را می توان با روش الکتروفورز 2 بعدی مشخص نمود.
در این روش پروتئین ها در محور X توسط میدان الکتریکی و اختلاف در PI آنها جدا می شوند . سپس در محور Y بر اساس تفاوت در جرم مولکولی جداسازی می شوند. به این ترتیب یک نقشه پروتئینی برای یک نمونه تشکیل می شود .
نویسنده : ابوذر عسکری
*** >>> استفاده از مطالب این وبلاگ بدون ذکر منبع جایز نیست <<< ***
(2): محلول ثبوت دو : 40ml اتانول و 10ml اسید استیک را توسط آب مقطر به حجم 100ml برسانید.
(3): محلول گلوتار آلدهید 10%: 20ml از محلول استوک 50% گلوتار آلدهید را با آب مقطر به حجم 100ml برسانید.(به علت گرانی این ماده می توان از محلول رقیق تر استفاده کرد ولی زمان بیشتری را در نظر گرفت )
(4): محلول رنگ آمیزی (محلول نقره آمونیاکی): 21ml محلول هیدروکسید سدیم 0.36% و 1.95mlمحلول آمونیاک 25% را در یک ارلن بریزید. سپس در یک لوله آزمایش ، 0.8g نیترات نقره و 4ml آب مقطر ریخته ، حل می کنیم . محلول نیترات نقره را ، قطره قطره به محتویات ارلن اضافه کنید.
در صورت دیدن رسوب قهوه ای ، به آن دو قطره آمونیاک اضافه کنید و ظرف را تکان دهید تا محلول شفاف شود . حجم نهایی را به 100ml برسانید.
(5): محلول ظهور : 10mg اسید سیتریک و 0.1ml فرمالدهید (35%) را به حجم 200ml برسانید .
(6): محلول متوقف کننده : محلول متوقف کننده همان محلول ثبوت دو (2) می باشد .
مراحل رنگ آمیزی :
1- ابتدا ژل را توسط آب مقطر و درون ظرفی که روی شیکر قرار دارد به مدت 5 دقیقه بشویید.
2- اب مقطر را از ظرف خارج نمایید .
3- محلول ثبوت (1) را روی ژل ریخته ، جوری که روی آن را بپوشاند. به مدت 20 الی 30 دقیقه آن را شیک نمایید.
4- محلول ثبوت (1) را خارج کرده ، محلول ثبوت (2) را به ظرف اضافه نمایید . 20 دقیقه آن را شیک نمایید.
5- ژل را 2 بار و هر بار به مدت 5 الی 10 دقیقه با آب مقطر فراوان شیک نموده ، تا خوب شسته شود .
6- 100ml محلول گلوتارآلدهید را به ظرف اضافه کرده ، به مدت 20 الی 30 دقیقه آن را شیک نمایید.
7- پس از خارج کردن محلول ، ژل را 4 بار ، هر بار به مدت 5 دقیقه ، توسط آب مقطر شیک نمایید و بشویید.
8- محلول رنگ آمیزی را به ظرف اضافه کرده ، آن را به مدت 30 دقیقه شیک نمایید.
9- پس از خارج کردن محلول ، ژل را 3 بار ، هر بار به مدت 5 دقیقه ، توسط آب مقطر شیک نمایید و بشویید.
10- 100ml محلول ظهور را به ظرف اضافه کرده ، ظرف را تا ظهور باندها ، بسیار آرام تکان دهید.
11- پس از ظهور باندها به صورت مطلوب ، قبل از تیره شدن زمینه ژل ، محلول ظهور را به سرعت خارج کرده ، محلول متوقف کننده را اضافه نمایید.
*** >>> استفاده از مطالب این وبلاگ بدون ذکر منبع جایز نیست <<< ***
اين روش رنگ آميزی به حساسيت روش نقره است و تنها یک ساعت طول می کشد. این روش رنگ آميزی نگاتيو است که در آن زمينه ژل به جاي پروتئين ها رنگ می شود. رنگ به صورت کمپلکسي از "SDS" و ايميدازول روی و به رنگ سفید کدر در ژل رسوب ميکند . مناطقی از ژل که حاوی پروتئين هستند شفاف باقی می مانند . برهم کنشی بين رنگ و پروتئين وجود ندارد ودر صورت نياز، ژل را کاملاٌ می توان رنگ زدايی کرد . اين روشها را برای ژلهای 2-D آناليتيکال و ژلهای SDS-PAGE هم می توان بکار برد . برای ژلهای نازک تر ( کمتر از يک ميلی متر ) زمان انکوباسيون در روش ايميدازول- روی را می توان کاهش داد . تکه ژلهايی که توسط ايميدازول- روی رنگ آميزی شده اند را می توان توسط اسيد سيتريک 2% رنگ زدايی کرد .
1- بعد از اتمام الکتروفورز , ژل را به مدت 20min در محلول تثبیت کننده غوطه ور نمایید .
2- محلول را دور ریخته و ژل را 2 بار به مدت 15min در آب مقطر , توسط شیکر به آرامی شیک نمایید .
3- در محلول شماره 3 به مدت 15min و در انکوباتور , توسط شیکر به آرامی شیک نمایید .
4- محلول شماره 3 را دور ریخته و محلول شماره 2 را به آن اضافه نمایید . 30 الی 60 ثانیه شیک نمایید .
5- وقتی رنگ رضایت بخشی ظاهر شد , می توانید محلول را دور ریخته و به جای آن آب مقطر به ژل اضافه کنید .
در این روش رنگ آمیزی , ژلها اندکی شکننده تر به نظر مي رسند و درصورت نگهداری طولانی مدت مستعد خشک شدن هستند. ضمناً برای مشاهده نياز به زمينة تيره دارند. همچنین می توانید این روش را همراه با روش کوماسی بلو انجام دهید . به نحوی که پس از رنگ آمیزی کوماسی بلو , مراحل 2 تا 5 را انجام دهید .
*** >>> استفاده از مطالب این وبلاگ بدون ذکر منبع جایز نیست <<< ***
اين روش درکمتر از 2 ساعت پروتئين ها را در يک زمينه تميز و با حساسيتی درحدود روش نقره رنگ آميزی می کند. افزودن اتانول و سولفات آمونيوم به محلولی از آبی کوماسی G-250 در اسيد فسفريک رقيق، رنگ مذکور را به سمت شکل کلوئيدی آن سوق می دهد. در طی رنگ آميزی ، تعادلی بين اشکال کلوئيدی وفرم پراکنده مولکولی رنگ وجود دارد . فرم پراکنده رنگ وارد ماتريکس ژل شده و پروتئين ها را رنگ می کند. در حالی که فرم کلوئيدی بيرون نگه داشته می شود و به اين ترتيب از رنگ آميزی زمينه پرهيز می شود.
تهیه 1000ml محلول رنگ آمیزی :
100ml از محلول آمونیوم سولفات 10% , 20ml از محلول کوماسی بلو 0.1% , 30ml از محلول اورتو فسفریک اسید 3% , 200ml از محلول اتانول 20% , 650ml آب مقطر
نحوه رنگ آمیزی :
1- پس از الکتروفورز، ژل را 2 بار به مدت 3min در آب مقطر , توسط شیکر به آرامی شیک نمایید.
2- ژل را در محلول رنگ آمیزی کوماسی بلو کلوئيدی به مدت 2 ساعت قرار دهید .
3- باندها باید بدون رنگ زدایی دیده شوند , اما می توانید با آب مقطر نیز رنگ زدایی کنید .
نکات مهم :
1- محلول رنگ را پيش از استفاده نبايد صاف کرد .
2- بلافاصله بعد از رنگ آمیزی با این روش از ژل مورد نظر عکس برداری شود ، زیرا پایداری رنگ آمیزی با این روش کم است (حدود یک الی دو ساعت).
*** >>> استفاده از مطالب این وبلاگ بدون ذکر منبع جایز نیست <<< ***
مواد ذکر شده را در 250ml آب مقطر حل نمایید . این محلول در یک شیشه قهوه ای (تیره) و در دمای 4c هفته ها قابل استفاده می باشد .
استوک بافر ژل جدا کننده :
SDS : 1.0g
تریس : 45.5g
مواد ذکر شده را در کمتر از 250ml آب مقطر حل نمایید . pH را به 8.8 برسانید . سپس حجم را به 250ml برسانید .این محلول در دمای 4c ماه ها قابل استفاده می باشد .
استوک بافر ژل متراکم کننده :
SDS : 1.0g
تریس : 15.1g
مواد ذکر شده را در کمتر از 250ml آب مقطر حل نمایید . pH را به 6.8 برسانید . سپس حجم را به 250ml برسانید .این محلول در دمای 4c ماه ها قابل استفاده می باشد .
محلول استوک آمونیوم پر سولفات :
آمونیوم پر سولفات: 1.0g
ماده ذکر شده را در 10ml آب مقطر حل نمایید. این محلول در یک شیشه قهوه ای (تیره) و به صورت تازه مصرف شود . پیشنهاد اینجانب این است که در 10 میکروتیوب تقسیم شده و در فریزر نگهداری شود و جهت استفاده یکی از آنها را در آورده ، در یک نوبت مصرف نمایید .
بافر مخزن :
SDS : 2.0g
تریس : 6.0g
گلایسین : 28.8g
مواد ذکر شده را در کمتر از 2L آب مقطر حل نمایید . pH را به 8.3 برسانید . سپس حجم را به 2L برسانید .این محلول باید به صورت تازه مصرف شود .
استوک Sample بافر :
SDS : 0.92g
تریس : 0.3g
گلیسرول : 4.0g
برومو فنول بلو : 0.1 % (w/v )
بتا – مرکاپتو اتانول : 2.0ml
مواد ذکر شده را در کمتر از 20ml آب مقطر حل نمایید . pH را به 6.8 برسانید . سپس حجم را به 20ml برسانید .این محلول در دمای 4c هفته ها قابل استفاده می باشد .
محلول رنگ آمیزی :
کماسی بلو G-250 : 0.5g
متانول : 12.5ml
استیک اسید : 18.75ml
ابتدا رنگ را در متانول حل نمایید . سپس اسید استیک اضافه کنید و با آب مقطر به حجم 250ml برسانید .
محلول رنگ بر :
متانول : 100ml
استیک اسید : 100ml
آب مقطر : 800ml
محلول را به صورت تازه استفاده نمایید .
*** >>> استفاده از مطالب این وبلاگ بدون ذکر منبع جایز نیست <<< ***
SDS-PAGE تکنیکی است که در آن مولکولهای زیستی بر اساس اندازه جداسازی می شود . مولکولهایی چون انواع پروتئین ها , RNA , DNA . ژل آگاروز برای درشت مولکولهایی مانند DNA بهترین گزینه است . SDS-PAGE برای پروتئین های کوچکتر بهتر است .
مواردی که SDS-PAGE کاربرد دارد عبارت است از :
۱- تصدیق اندازه پروتئین ها
۲- شناسایی پروتئین ها
۳- تعیین خلوص پروتئین ها
۴- شناسایی پیوند های دی سولفید
۵- کمیت و مقدار پروتئین ها
۶- آشکار کردن عیوب
SDS یک دترجنت و مخفف sodium dodecyl sulfate می باشد . بعد از اضافه کردن آن , و احاطه کردن پروتئین ها , پروتئین ها بار نسبتا همسان پیدا کرده و به صورت خطی در می آیند . بدین ترتیب جداسازی فقط بر اساس اندازه صورت می پذیرد . تعداد مولکولهای SDS متناسب با تعداد آمینواسیدهای یک پروتئین است . هر مولکول SDS دو بار منفی به پروتئین می دهد . همچنین باعث می شود که نیرو هایی که در تا شدن و تغییر شکل دادن پروتئین ها شرکت می کنند , از بین بروند .
ژل پلی اکریل آمید همانند ژل آگاروز بر اساس اندازه مولکولها , جداسازی می کند . ژل اکریل آمید با پیوندهای عرضی که دارد , مکانی را برای الک کردن مولکولهایی که در اثر جریان الکتریکی در حال عبور می باشند , به وجود می آورد . همه پروتئین هایی که دارای بار منفی هستند , توسط انتهای میدان الکتریکی که دارای بار مثبت می باشد , کشیده می شود , اما شبکه پلیمری در برابر حرکت آنها مقاومت می کند . پروتئین های کوچکتر سریعتر از مولکولهای درشت تر در این شبکه , حرکت می کنند . در نتیجه از مولکولهای درشت تر پایین تر قرار می گیرند . پس جداسازی در روش SDS-PAGE فقط بر اساس اختلاف در اندازه مولکولها می باشد .
پس از اینکه ژل Run شد , شما احتیاج دارید که پروتئین ها را بر روی ژل فیکس کنید . تا پروتئین ها از جای خود حرکت نکند . اسید استیک 25% یک فیکس کننده خوب است و باعث دناتوره شدن پروتئین می گردد . ژل توسط یک رنگ مثل coomasie blue R250 رنگ می شود . رنگ و تثبیت کننده را می توان در یک محلول که حلال آن متانول است به طور همزمان استفاده کرد . رنگ در کل ژل پخش شده و با پروتئین ها کمپلکس می شود(staining) . سپس با یک محلول که حاوی اسید استیک و متانول است ژل شسته می شود تا رنگ از ژل خارج شود و فقط رنگی که با پروتئین ها باند شده است باقی بماند (destain).
بدون SDS , پروتئین با ساختمان اولیه خود و بدون تغییر بار جداسازی می شود , که در این روش جرم مولکولی و بار isoelectric در جداسازی تآثیر گذار است و این روش PAGE نام دارد . SDS تقریبا به نسبت 1.4g برای هر یک گرم پروتئین استفاده می شود .(این نسبت بین 1.1g الی 2.2g SDS برای هر گرم پروتئین تغییر می کند) .
اندازه منافذ SDS-Polyacrylamide Gel Electrophoresis :
بیشتر پروتئین ها و نوکلوئیک اسیدها با اندازه و شکل های متفاوت دارای ضریب بار/جرم تقریبا یکسانی هستند . الکتروفورز این مولکولها در محیط مایع , باعث جداسازی مناسبی نمی شود . اما الکتروفورز در محیط ژل (سوسپانسیون نیمه جامد در آب) نتیجه بهتری می دهد . جداسازی پروتئین ها بطور معمول در ژلهای پلی اکریل آمید انجام می شود . این ژل ها توسط پلیمره شدن محلولی از مونومر اکریل آمید که قالب آن از دو شیشه تشکیل شده است , درست می شود . میزان درشتی و ریزی منفذهای پلیمر متناسب است با غلظت پلی اکریل آمید و عامل بوجود آورنده پیوند های عرضی. وقتی یک مخلوط از پروتئین در ژل و در میدان الکتریکی ایجاد شده قرار می گیرد , پروتئین های کوچکتر سریعتر از درشت مولکولها از میان منافذ ژل حرکت می کنند . میزان جابجایی به اندازه منافذ ژل و قدرت میدان الکتریکی بستگی دارد . پس مولکولهای کوچکتر راحت تر از منافذ عبور کرده , در حالی که درشت مولکولها به راحتی جابجا نمی شوند .
در این متد مخلوط پروتئین و SDS که یک دترجنت آنیونی است , توسط گرما با هم باند شده اند . لذا پروتئین ها دیگر ساختمان اولیه را ندارند و فاقد پیوندهای دی سولفید هستند .
ردیابی رنگ در الکتروفورز :
رنگ به کار رفته در محلول پروتئین به آزمایش کننده این امکان را می دهد که متوجه شود پروسه چه میزان پیش رفته است و آیا مدت زمان جداسازی کافی بوده است یا خیر .
عناصر سازنده شیمیایی و نقش آنها :
اندازه مناذ را 2 فاکتور کنترل می کند .(T%) مقدار درصد acrylamide و مقدار پیوندهای عرضی (C%) . کل غلظت مونومر acrylamide-bisacrylamide = T و غلظت عامل پیوند دهنده عرضی = C . اندازه منافذ با افزایش T% کاهش می یابد و با عامل پیوند دهنده عرضی 5% کوچکترین اندازه منفذ را می دهد . هرگونه افزایش و یا کاهشی در C% باعث افزایش اندازه منفذ می شود , زیرا رابطه اندازه منفذ با C% یک رابطه پارابولیک (سهمی گونه) است . و مینیمم آن در 5% می باشد . دو لایه در ژل وجود دارد . یکی stacking و دیگری separating .
*** >>> استفاده از مطالب این وبلاگ بدون ذکر منبع جایز نیست <<< ***
پذیرش مقالات ,آموزش , مشاوره و شرکت در طرحهای تحقیقاتی و تولیدی و پایان نامه های دانشجویی در رابطه با تخلیص پروتئین ها با روشهایی مثل الکتروفورز کروماتوگرافی و غیره (وابسته به مؤسسه تحقیقات واکسن وسرم سازی رازی ، کرج)